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动物麻醉剂量和途径,你真的清楚吗?

在日常科研中,我们经常要对实验动物进行麻醉,从而建立各种动物模型,以便于在整体上验证疾病发生机制和药物的作用机制。

大家都知道动物实验有著名的3R原则(替代、减少、优化),这一点贯穿于整个动物实验中,麻醉环节当然也是必不可少的,希望大家在每个环节都能多多考虑。


麻醉前的准备工作是很重要的,包含麻醉药种类、麻醉药浓度、注射剂量、注射方式、动物体重(禁食后)、动物体温等。这些因素均会影响麻醉效果。

首先,提供一张表格给大家参考,表格来自中日友好中医院病理主任潘林老师编写的《实验病理学技术图鉴》,有兴趣的可以买来阅读一下,非常实用。

表格中基本囊括了常用的麻醉药种类、注射剂量等。但是,大家也要根据自己的实际情况来确定,切记不可照搬照套,动物实验批次差异实在太大,并且上表未提及药物浓度。以下就一些注意事项作说明1. 麻醉药种类和浓度 (1)对于胸腔手术而言,必然要使用呼吸机,手术结束后动物恢复自主呼吸是很关键的。常规麻醉药均能一定程度的抑制呼吸作用,高剂量时这种效应尤其明显,最后动物可能难以脱机或脱机后死亡。因此,对于胸腔手术如而言,比较好的快速麻醉药是合适浓度的戊巴比妥钠。不推荐使用水合氯醛,因为它的麻醉效果相对较慢,且动物口鼻分泌物较多,易出现呼吸困难。推荐一个戊巴比妥钠浓度:兔3%,大鼠3%,小鼠0.3%,剂量来自国家实验动物资源数据中心。此时动物进入麻醉时间在5min左右,麻醉维持时间在45-60min。 (2)对于腹腔手术、大脑手术而言,因为手术方式不会直接影响心肺功能,问题就简单很多了。以上表格中的多种麻醉药均可使用。 (3)事实上,现在越来越多的实验室拥有气体麻醉装置了。持续的、适宜浓度气麻适用于大多数动物实验手术,药物毒理干扰小,麻醉效果稳定,且动物苏醒块,价格也不算贵。只是每次乙醚用量大,一定程度限制了气麻机的使用。

2. 麻药注射手法 腹腔注射最主要的就是要针头进入动物腹腔后,一定要注意回抽,否则极易将麻药打到动物的胃肠道,引起胃肠道麻痹胀气,动物常因此无法进入麻醉状态,甚至死亡。腹腔注射第二个问题是专门针对小鼠的,药液的体积过大会给小鼠带来很大的体液负担,术后如无速尿辅助,小鼠可能死亡。 静脉注射一般采用鼠尾静脉或兔耳缘静脉注射。正确找到注射的静脉是很关键的。其次就是,当采用体重计算麻药用量后,切不可匆忙注射,静脉注射必须缓慢进行,一定要边注射边观察动物的反应,如肌肉紧张度、角膜反应、抓捏反应等。(下图为鼠尾部血管分布示意图)

3. 动物体温 既往,很多人没能重视体温对于动物的重要性,动物在麻醉后、手术中、手术后的体温与动物死亡率密切相关,冬季天冷时尤其如此。老外们特别重视在手术前后监测动物的肛温,动物温度不对,绝不开始手术。如果你的实验室有电热毯和测量动物肛温的仪器,非常建议将其应运用整个麻醉和手术过程中。在撰写文章时,将这些内容写进去,会给编辑留下较好的印象。 动物正常肛温参考:大鼠37.5℃、小鼠37.5℃、家兔39.5℃、豚鼠39.5℃、猪39.0℃、猴39.0℃。

4. 禁食禁水? 实验前,动物应禁食禁水。其目的是防止动物胃肠道胀气、呼吸道分泌物过多,常见的实验动物先天性无呛咳反应,倒是不用担心异物吸入。禁食禁水也更方便我们在麻醉前准备称量动物体重,此时麻醉用量更为准确。术前一天晚上开始禁食禁水,对于大动物而言,禁食至少要达到10-12小时。一个特别的例子是糖尿病动物模型。这类模型在禁食禁水后容易暴躁发怒,不易抓取。因此要做好防护,正确抓取动物。

本文分享自微信公众号 - 聊点学术(SingForScience),作者:Mark

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原始发表时间:2020-02-25

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