Cell | 核糖毒性应激反应驱动紫外线介导的细胞程序性死亡

引言

紫外线（UV）辐射会诱导DNA损伤并激活DNA损伤反应（DDR）途径，从而阻滞细胞周期为DNA修复留出时间，当DNA损伤严重到难以修复时就会激活细胞凋亡【1-3】。UV辐射诱导DNA损伤的研究早已被人们熟知，但是关于UV也可以诱导RNA损伤的产生却较少被提及。有研究发现，UV可以通过光化学反应生成嘧啶二聚体和其他光产物，这些产物可以诱导转录组范围内的RNA损伤，同时UV损伤还会导致翻译缺陷，核糖体会停滞在富含嘧啶的受损密码子上，引起核糖体碰撞，从而激活核糖毒性应激反应（ribotoxic stress response,RSR）【4-5】。RSR将会激活下游的ZAK和GCN2激酶，ZAK激酶激活MAPK途径介导细胞周期停滞和细胞凋亡，GCN2激酶的激活导致eIF2α磷酸化和通过整合应激反应（ISR）介导的蛋白合成抑制【6-10】。虽然已经发现UV诱导的RNA损伤可以通过核糖体碰撞激活RSR和ISR通路，但是这些研究未能解决一个关键问题：细胞如何整合这些反应来决定细胞的命运。

7月11日，来自美国约翰霍普金斯大学医学院的Rachel Green课题组在Cell上发表了研究论文The ribotoxic stress response drives UV-mediated cell death。在本研究中，作者通过全面的分析揭示了UV照射后细胞内发生的各种核酸损伤应激反应作用，发现RSR在UV依赖的程序性细胞死亡中比DDR起到更为关键的作用。这一发现突破了传统的认知，为理解细胞如何应对UV损伤提供了新的见解。

为了阐明这个问题，作者首先研究了细胞对UV强度做出的分级反应，在较低强度UV辐射时细胞主要停滞在G2期，死亡细胞极少；而较高UV强度则导致凋亡细胞比例显著增加。在低剂量UV照射后数分钟内可以观察到核糖体碰撞的积累，并在几个小时内被清除。对低剂量UV照射后RSR、ISR和DDR三种信号通路的激活动力学进行分析发现：（1）代表RSR途径的ZAK激酶几分钟内就被磷酸化并在15分钟时达到峰值，与此同时ZAK下游的p38和JNK快速被激活，表明RSR途径在早期响应中高度协同；（2）ISR途径中的eIF2α在UV照射后早期被磷酸化并不断增加，说明ISR信号通路在应对UV照射后逐渐增强；（3）DDR的效应分子磷酸化速度较慢，显示出与RSR和ISR不同的激活模式。作者还通过磷酸化和蛋白质组学分析也进一步证实了这一发现，即UV照射不同应激反应的顺序激活模式，并强调了核糖体介导的信号转导在最早期的主导地位。

接下来，作者分别详细的研究了ZAK和GCN2在UV处理后对磷酸化蛋白质组变化的作用。通过敲除ZAK或GCN2，以及使用两种激酶的特异性抑制剂处理，作者研究发现ZAK在早期响应中起着关键作用，而GCN2在p38效应激酶的调控中发挥重要作用。此外，RSR和DDR信号通路在UV响应过程中是独立运行的，因为使用DDR效应激酶ATR的抑制剂处理可以发现DDR特异性磷酸化位点与ZAK激酶依赖的磷酸化位点没有相关性。对ZAK和ATR在决定细胞命运中的作用进行分析后，作者发现ZAK主要驱动UV响应的早期凋亡和G2/M检测点激活，而ATR在细胞增殖和DNA修复中起到了关键作用。相对应的是，GCN2通过磷酸化eIF2α和抑制mTOR活性来阻止翻译起始，从而限制受损mRNA上核糖体碰撞的积累；缺乏GCN2的细胞表现出更高的核糖体碰撞和RSR（ZAK）的过度激活，导致JNK信号通路的持续高活性和更高的细胞凋亡率；并且ZAK和GCN2在调控细胞应对UV损伤中的作用独立且互不影响。

在确定核糖体碰撞是如何激活RSR之后，作者将目光聚焦到RSR信号转导的衰减上。对此，作者分析了ZAK在响应RSR时的激活和降解机制。研究发现，ZAK的激活涉及多种磷酸化位点的动态变化，而降解主要通过CRL1 E3泛素连接酶复合物介导，ZAK的自磷酸化位点在降解时发挥了重要作用。并且ZAK的多结构域使其能够在响应核糖体碰撞时发挥复杂的调控功能。最后，作者探究了RSR信号转导的衰减是如何影响细胞命运的决定。通过一些列实验和分析，作者发现ZAK降解通过负反馈调控JNK信号，减少细胞凋亡，并使细胞对持续的核糖毒性应激产生耐受性。

模式图（Credit:Cell）

总的来说，这篇文章系统的研究了UV辐射诱导核酸损伤后的多种应激反应激活模式，揭示了各个途径在细胞命运决定的重要作用，特别是在细胞经历核糖体碰撞和核糖毒性应激时的细胞命运是如何被驱动的。深入研究了ZAK的激活和降解机制，有助于以此为靶标开发新药物来调节细胞应激反应，这对于治疗与应激响应失调相关的疾病具有重要潜力。

参考文献

1. Mare ́ chal, A., and Zou, L. (2013). DNA damage sensing by the ATM and ATR kinases. Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 5, a012716.

3. Saldivar, J.C., Cortez, D., and Cimprich, K.A. (2017). The essential kinase ATR: ensuring faithful duplication of a challenging genome. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 18, 622–636.

6. Jandhyala, D.M., Ahluwalia, A., Obrig, T., and Thorpe, C.M. (2008). ZAK: a MAP3Kinase that transduces Shiga toxin- and ricin-induced proinflammatory cytokine expression. Cell Microbiol. 10, 1468–1477.

8. Wang, X., Mader, M.M., Toth, J.E., Yu, X., Jin, N., Campbell, R.M., Smallwood, J.K., Christe, M.E., Chatterjee, A., Goodson, T., et al. (2005). Complete Inhibition of Anisomycin and UV Radiation but Not Cytokine Induced JNK and p38 Activation by an Aryl-substituted Dihydropyrrolopyrazole Quinoline and Mixed Lineage Kinase 7 Small Interfering RNA. J. Biol. Chem. 280, 19298–19305.

9. Stoneley, M., Harvey, R.F., Mulroney, T.E., Mordue, R., Jukes-Jones, R., Cain, K., Lilley, K.S., Sawarkar, R., and Willis, A.E. (2022). Unresolved stalled ribosome complexes restrict cell-cycle progression after genotoxic stress. Mol. Cell 82, 1557–1572.e7.

10. Vind, A.C., Snieckute, G., Blasius, M., Tiedje, C., Krogh, N., Bekker-Jensen, D.B., Andersen, K.L., Nordgaard, C., Tollenaere, M.A.X., Lund, A.H., et al. (2020). ZAKa Recognizes Stalled Ribosomes through Partially Redundant Sensor Domains. Mol. Cell 78, 700–713.e7.

责编|探索君

排版|探索君