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类器官:肿瘤研究的新高地

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每年肿瘤相关研究的学术论文发表量数以万计,但能真正转化到临床应用的治疗方案却极少。新药研发进入临床试验后,有85%在早期就被证明没有效果,而那些成功通过三期临床试验的药物,只有一半能被FDA批准进入临床使用。肿瘤新药研发所用生物模型的落后,是导致新药研发成功率低的重要原因,肿瘤类器官不仅可以保留肿瘤的异质性,还可以模拟肿瘤微环境,它的出现将使肿瘤机制研究和药物研发突飞猛进。。

肿瘤

抗生素和疫苗发现以前,传染性疾病曾肆虐全球,是人类健康的头号杀手。而现今,非传染性疾病已然成为健康问题的主要影响因素,如糖尿病、癌症和心脏病,整体占全世界死亡人数的70%以上(4100万人),数据来自WHO2019年《第十三个工作总规划》,参见科研猫公众号往期热文 2019年全球卫生健康十大威胁--WHO

其中,肿瘤更是首要致死原因。最新统计学数据预测,2018年将有超过1800万新增肿瘤病例,960万肿瘤死亡病例[1],肿瘤所造成的巨大经济、社会负担毋庸置疑。

人类与肿瘤的斗争历史源远流长。从希波克拉底时代开始,就有对肿瘤的描述性研究,包括其生长形态、表面溃烂的形成与否等,肿瘤(carcinoma/carcinos)在希腊语是螃蟹(crab)的意思,由此,罗马医生将carcinoma/carcinos翻译为cancer,成为癌症的最初定义。

近年来,随着理论和技术的飞速发展,包括“肿瘤是不可愈合的创口”、“种子与土壤学说”、“肿瘤免疫互作四部曲”、“肿瘤放射化学药物疗法”、“肿瘤免疫治疗”等,我们对肿瘤的认识日渐深入,部分肿瘤甚至已经有了完全治愈的方法。

但目前对绝大多数肿瘤,我们一方面没有有效的预防和监测手段,另一方面可以选择的治疗策略极其有限。因此,对肿瘤的研究一直是生物医药领域的核心热点。

有意思的是,每年肿瘤相关研究的学术论文发表量数以万计,绝大多数肿瘤在实验室已经得到了成百上千次治愈,但能真正转化到临床应用的治疗方案却极少。美国食品与药品监管局统计发现,临床前研究具有治疗作用的新药进入临床试验后,85%在早期就被证明没有效果,而那些成功通过三期临床试验的药物,只有一半能被FDA批准进入临床应用[2]。

肿瘤模型

目前肿瘤新药研究的主要工具是体外培养的肿瘤细胞和啮齿类动物(主要是小鼠)上建立的肿瘤模型,但越来越多的证据表明,小鼠与人在疾病过程中的变化及其对药物的反应性存在一定的差异[3]。此外,小鼠模型通常只能模拟人类疾病的一个阶段,无法从病因、时间和进展速度等方面再现人肿瘤发生发展的全过程,在此基础上开发的肿瘤治疗方案,并不能预测其临床应用的有效性。更重要的是,实验小鼠基因背景、生长环境、致病因素和用药处理均非常单一,自然无法应对临床多种多样肿瘤病人的复杂情况。

动物模型的局限性促使人们转向直接研究肿瘤病人标本,常用的人源肿瘤模型包括人来源肿瘤细胞系培养免疫缺陷动物人源肿瘤组织异种移植。肿瘤细胞培养的确提供了研究特定患者肿瘤细胞特性及其对药物敏感性的机会,但并非所有肿瘤均能成功体外扩增,另外,体外单一肿瘤细胞培养使其丧失了与肿瘤微环境中其他组分的相互作用,而肿瘤微环境对肿瘤的发生发展以及对药物的反应性决定至关重要。同样,人源肿瘤组织异种移植至免疫缺陷小鼠中也存在类似的问题,一方面移植成功率较低,另一方面免疫缺陷小鼠形成的肿瘤微环境与患者体内环境相差较大,可能导致肿瘤组织发生小鼠样进化[4]。

类器官

近年来,组织器官3D培养技术发展迅猛。2009年,Hans Clevers实验室将单个LGR5+小肠干细胞种植于含有R-spondin1、EGF、BMP抑制剂等干细胞维持因子的基质胶中,发现干细胞增殖分化,形成了具有增殖隐窝和高分化绒毛的类小肠结构[5]。随后,该实验室在小鼠小肠干细胞成类器官技术的基础上,进一步加入Wnt3A nicotinamide、Alk抑制剂及p38抑制剂,实现了人结直肠肿瘤类器官培养[6]。

同年,Eduard Batlle实验室分离出人大肠EPHB2高表达干细胞,并在体外3D培养中使单个细胞分化成为具有维持长期自我更新和多向分化潜能的大肠隐窝结构[7]。随后,包括前列腺[8, 9]、味蕾[10]、食管[11]、输卵管[12]、肝脏[13]、胰腺[14]、胃[15]、唾液腺[16]和乳腺[17]等在内的多个器官均成功在体外获得正常组织或肿瘤的类器官(如图)。科研猫公众号 Nature:有史以来“最逼真”糖尿病血管病变模型的建立 一文,是2019年最新发表在《Nature》上的有关糖尿病血管病变类器官模型的建立。

图: 肿瘤组织类器官发展历程。二十世纪六十年代到八十年代,3D培养已经成为生物学研究的热点,当时利用3D培养技术主要是在体外模拟组织器官生成的过程,将胚胎干细胞分化培养成微型器官,借以研究器官发育的发生机制。从2009年Clevers实验室第一次用成体干细胞,即小肠干细胞培育出具备小肠绒毛和隐窝结构的类器官以来,组织类器官培养再次成为明星技术,2013年和2017年分别被Science和Nature Methods杂志评为年度十大进展和突破。从实验动物到人样本,从组织干细胞分化培养到直接组织培养,从单一细胞结构到多种细胞基质的加入,组织类器官从发育生物学研究工具变成肿瘤研究的利器。

由此可见,利用目前对肿瘤细胞和肿瘤微环境相互作用机制的认识,从肿瘤病人样本出发,通过加入多种细胞因子或小分子抑制剂,构建出患者特异性的肿瘤类器官,用于新药筛选和药物敏感性研究是可行的。

肿瘤类器官

相比于传统2D培养和肿瘤组织异种移植,肿瘤类器官一方面构建成功率明显增高,且可长期低成本快速培养,便于基因修饰和大规模药物筛选等;另一方面,3D培养保留了肿瘤的组织特性,在研究过程中不会丢失肿瘤微环境的影响作用,为肿瘤药物研发提供更真实的环境。目前已经成功构建出包括结直肠癌、乳腺癌、胰腺癌、前列腺癌、肝癌、胃癌等在内多种组织的肿瘤类器官。

常用的肿瘤类器官构建技术有两类,一种是通过诱导性多能干细胞(induced pluripotent stem cells,iPSCs)分化而来,另一种是直接来源于肿瘤组织。iPSCs来源的肿瘤类器官构建成功与否很大程度上依赖于肿瘤类型,操作更复杂,由此导致构建效率较低。此外,依靠iPSCs分化获得的肿瘤类器官也会丢失肿瘤微环境的复杂性。因此,直接通过肿瘤组织培养或干细胞分化,辅以细胞因子、肿瘤基质等补充,是肿瘤类器官研究的发展趋势。

肿瘤类器官对源肿瘤组织异质性的保存是类器官研究的核心基础。研究发现,肿瘤组织体外类器官培养可以获得大量不同特性的肿瘤类器官,单个类器官分析结果也表明同一肿瘤来源的类器官的异质性[18]。与此同时,组织化学分析发现肿瘤类器官内部即存在与源肿瘤相似的组织结构,通过原位DNA分析进一步证实类器官中同样存在源肿瘤相同的基因突变位点[18]。由此可见,肿瘤类器官在基因、转录、代谢、细胞和组织学上均较高水平地重现了其来源肿瘤的多样性和复杂性。更重要的是,体外培养过程对肿瘤类器官不会呈现明显均一化[19, 20]。

但也有研究利用荧光标记不同突变体实验发现,大肠癌肿瘤类器官体外培养30-40天后,类器官会被某一种荧光标记的细胞主导,意味着培养过程中的确出现了特定突变体细胞优势生存的现象[21]。但这一现象并非体外类器官培养所独有,在体肿瘤中各类突变体也非均匀分布。由此说明肿瘤类器官确实在很大程度上模拟了在体肿瘤的各方面特性,是目前肿瘤基础研究和临床应用之间相互转换跨越的桥梁。

肿瘤的发生初始于细胞基因突变的累积,大量临床数据和实验室结果都显示正常个体内即存在大量的突变,且这些突变与年龄、生存环境、生活方式等均有一定的相关性,但并非所有的突变都会诱发肿瘤,不同组织对突变的耐受程度也不同。虽然已经有许多细胞和动物实验阐明从突变到肿瘤生成的关键因素和决定机制,由于无法监测和干预人体内肿瘤发展最初期的过程,目前对人体内肿瘤发生发展的认识还非常粗浅。类器官培养技术的兴起,为研究人体正常组织向肿瘤组织转变的过程提供了可能。

肿瘤治疗是目前生物医学领域最大、最急迫的难题之一。一方面实验室研究越来越多,另一方面新药临床转化效率却依然低下。类器官培养为肿瘤药物快速有效研发提供了新的技术平台。有研究认为肿瘤类器官敏感的药物超过80%的可能性对应的肿瘤患者对该药也敏感,而在肿瘤类器官上无治疗效果的化疗药物对该肿瘤患者也无效。

随着类器官培养技术的迅速发展,越来越多的实验室和医院开始有意识地采集肿瘤类器官及其对应的健康组织类器官,并运用合适的冻存传代方法进行大规模保存,形成类器官库。18年5月,Cell杂志上发表了世界首个癌症类器官生物银行[17]。根据患者信息、组织来源、基因表型等多个方面对类器官进行归类,使之成为公共的肿瘤研究资源,用于评测抗肿瘤药物的肿瘤杀伤效果和正常组织毒副作用。

更多有关类器官在肿瘤机制研究和治疗策略中的应用,见后续更新。

参考文献

1. Bray, F., et al., Global cancer statistics 2018: GLOBOCAN estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin, 2018.

2. Ledford, H., Translational research: 4 ways to fix the clinical trial. Nature, 2011. 477(7366): p. 526-8.

3. Uhl, E.W. and N.J. Warner, Mouse Models as Predictors of Human Responses: Evolutionary Medicine. Curr Pathobiol Rep, 2015. 3(3): p. 219-223.

4.Ben-David, U., et al., Patient-derived xenografts undergo mouse-specific tumor evolution. Nat Genet, 2017. 49(11): p. 1567-1575.

5.Sato, T., et al., Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature, 2009. 459(7244): p. 262-5.

6. Sato, T., et al., Long-term expansion of epithelial organoids from human colon, adenoma, adenocarcinoma, and Barrett's epithelium. Gastroenterology, 2011. 141(5): p. 1762-72.

7. Jung, P., et al., Isolation and in vitro expansion of human colonic stem cells. Nat Med, 2011. 17(10): p. 1225-7.

8. Karthaus, W.R., et al., Identification of multipotent luminal progenitor cells in human prostate organoid cultures. Cell, 2014. 159(1): p. 163-175.

9. Chua, C.W., et al., Single luminal epithelial progenitors can generate prostate organoids in culture. Nat Cell Biol, 2014. 16(10): p. 951-61, 1-4.

10.Ren, W., et al., Single Lgr5- or Lgr6-expressing taste stem/progenitor cells generate taste bud cells ex vivo. Proc Natl Acad Sci U S A, 2014. 111(46): p. 16401-6.

11.DeWard, A.D., J. Cramer, and E. Lagasse, Cellular heterogeneity in the mouse esophagus implicates the presence of a nonquiescent epithelial stem cell population. Cell Rep, 2014. 9(2): p. 701-11.

12.Kessler, M., et al., The Notch and Wnt pathways regulate stemness and differentiation in human fallopian tube organoids. Nat Commun, 2015. 6: p. 8989.

13.Huch, M., et al., Long-term culture of genome-stable bipotent stem cells from adult human liver. Cell, 2015. 160(1-2): p. 299-312.

14.Boj, S.F., et al., Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell, 2015. 160(1-2): p. 324-38.

15.Bartfeld, S., et al., In vitro expansion of human gastric epithelial stem cells and their responses to bacterial infection. Gastroenterology, 2015. 148(1): p. 126-136 e6.

16.Maimets, M., et al., Long-Term In Vitro Expansion of Salivary Gland Stem Cells Driven by Wnt Signals. Stem Cell Reports, 2016. 6(1): p. 150-62.

17. Sachs, N., et al., A Living Biobank of Breast Cancer Organoids Captures Disease Heterogeneity. Cell, 2018. 172(1-2): p. 373-386 e10.

18. van de Wetering, M., et al., Prospective derivation of a living organoid biobank of colorectal cancer patients. Cell, 2015. 161(4): p. 933-45.

19.Pauli, C., et al., Personalized In Vitro and In Vivo Cancer Models to Guide Precision Medicine. Cancer Discov, 2017. 7(5): p. 462-477.

20. Schutte, M., et al., Molecular dissection of colorectal cancer in pre-clinical models identifies biomarkers predicting sensitivity to EGFR inhibitors. Nat Commun, 2017. 8: p. 14262.

21.Fujii, M., et al., A Colorectal Tumor Organoid Library Demonstrates Progressive Loss of Niche Factor Requirements during Tumorigenesis. Cell Stem Cell, 2016. 18(6): p. 827-38.

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原始发表时间:2019-01-31

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